Сравнительный анализ электрофизиологических и функциональных показателей восстановления экстензорного и флексорного ответвлений седалищного нерва после его краша в условиях применения эндогенных биомодуляторов

Введение

Несмотря на интенсивные исследования механизмов развития нейроде- и регенеративных процессов в очаге раздавливания ПН, многое еще остается недостаточно изученным. В частности, показано, что хронический краш ПН вызывает конкурентные апоптоз и пролиферацию ШК, с минимальным аксонным повреждением, нарастающей демиелини- зацией и замедлением скорости проведения, что подкрепляет идею прямого митогенного эффекта механических стимулов на ШК [1]. К тому же, краш повреждение давало начало полной потере функции [1,2]. Исследованиями последних лет показано, что при акриламидом-вызванной нейропатии ключевая роль принадлежит резидентным эндоневральным макрофагам, что лишь дополняется гематогенными макрофагами в дистальных полях более выраженного повреждения [3]. Краш - повреждение нерва лишает его способности проводить импульс, а минимальное повреждение миелина может значительно повлиять на активность ионных каналов и последующую генерацию импульса [4]. Наряду с известными терапевтическими средствами при краше ПН в качестве перспективных терапевтических средств представляют интерес ПТГ, пролином-богатый пептид - РRР-1 и яд среднеазиатской кобры NОХ. Особый интерес представляет ПТГ, поскольку пептид относимый к нему -PTHгР резко повышает количество недифференцированных ШК, их миграцию вдоль аксональной мембраны и возобновление роста аксонов в экспланте [5]. Иными словами, РТНгР действует посредством активации незрелых ШК, критически необходимых для успешной нервной регенерации [5]. Нами на примере специфической нейродегенерации показан его успешный протекторный эффект [6]. Выявлен широкий спектр биологической активности РRР-1, нейротрофиноподобного пептида- иммуномодулятора, продуцируемого нейросекреторными клетками гипоталамических NPV и NSO ядер [7,8]. Нейропротекторные эффекты РКР-1,в отличие от сложностей многокомпонентной терапии, при острой и хронической неспецифической нейродегенерации токсического (отравление животными ядами) и травматического происхождения (гемисекция спинного мозга, трансекция ПН) стимулирует ре-рост перерезанных спинальных трактов, содействует выживанию нейрональных элементов серого вещества как в поврежденной области, так и ниже нее, посредством противодействия формированию рубца, пролиферации, миграции и аккумуляции глиальных элементов в участке повреждения, с последующим восстановлением моторной функции нижней конечности на стороне повреждения [9-17]. PRP-1 может быть потенциальным терапевтическим агентом и для специфических нейродегенеративных заболеваний (болезнь Альцгеймера) [18,19]. В целом, его терапевтическое преимущество, связано с предотвращением нейродегенеративных процессов, модулированием апоптотического каскада, регулированием противовоспалительных и нейропротек- торных событий. Наконец, все возрастающую важность для нейропротекции приобретают яды животного происхождения, среди которых важное место занимают ЗЯ. Интерес к ним обусловлен неограниченной перспективой использования токсинов и эн-зимов ЗЯ, в связи с их высокой избирательной спец-ифичностью и необратимостью эффектов, обуславливающих длительность действия, что, в свою очередь, определяет необходимость их сочетания с медикаментозными средствами [20,21]. К тому же, на основе дендротоксинов (DTX) аспидовых (семейства Elapidae), к которым относится NOX, созданы соединения, адаптивно контролирующие возбудимость поврежденных нейронов при нейродегенера- тивных заболеваниях, чем обеспечивается, как повышение их активности (избирательная блокада подтипов потенциал-зависимых К+ каналов при болезни Альцгеймера), так и подавление [21,22]. Представляют интерес также NGF ЗЯ. Выявлена биоактивность NGF от ЗЯ Chinese cobra Naja naja atra, способствующего росту волокон без энзиматической, токсикологической и тератогенной активностей. Нами ранее доказан протекторный эффект ЗЯ при неспецифической нейродегенерации периферического и центрального происхождения [23-26] и специфической нейродегенерации (болезнь Паркинсона) [27]. Представляет интерес тот факт, что не уделено должного внимания регенерации флексорного нерва в условиях краша, как эволюционно более новой структуры, отстающей в степени выраженности и скорости регенерации от экстензорного нерва, в силу большей приверженности супрасегментарному контролю. Иными словами, сегментарные флексорные структуры, по сравнению с экстензорными, больше подвержены надсегментарному контролю, являются более ранимыми и запаздывающими в отношении регенерации, учет которых имеет важное практическое значение, в особенности в условиях направленного использования эндо- и экзогенных модуляторов широкого спектра действия.

Материал и методы

Эксперименты проводили на 49 крысах-самцах Альбино (250±30г): интактных (п=7), подверженных одностороннему раздавливанию СН (контроль, п=11) и таковых в условиях применения ПТГ (п=7), РКР-1 (п=6) и КОХ (п=4) со следующего дня после раздавливания СН. ПТГ вводили в/м ежедневно в течение 7дней по 0.35мл (10^-9М раствор), РКР-1 - в/м ежедневно в течение 3 дней по 0.1мг/кг и КОХв/м ежедневно в течение 3-х дней (5% от LD₅₀=1мг/кг). В электрофизиологическом эксперименте спустя 5-70 дней после раздавливания в контроле, 1-9 дней после иньекции ПТГ, 3 -9 дней после иньекции РRР-1, 5-17 дней после иньекции КОХ и фиксации в стереотаксическом аппарате, под нембуталовой анестезией производили кранеотомию, дорсальную ламинэктомию пояснично-крестцового отдела спинного мозга (СМ) и отсепаровку дистальных флексорного и экстензорного ответвлений раздавленного СН. Затем животных обездвиживали 1% дитиллином (25мг/ кг в/б) и переводили на искусственное дыхание. Все процедуры совершали согласно “правилам по уходу за лабораторными животными” (NIН публикация за №85-23 пересмотренная в 1985), а также особого руководства, предусмотренного заботой о животных и комитетом национальной медицинской службы и здоровья. Стеклянные микроэлектроды с диаметром кончика 1μМ, заполненные 2М раствором КаС1, вживляли в передние рога серого вещества поясничных сегментов (L4-L5) в область мотонейронов (МН) СМ (VIII-IХ пластины по Рекседу) для экс- траклеточной регистрации их спайковой активности. Высокочастотную стимуляцию (ВЧС) (0,05мс,0,10-0,16мА, 50Гц в течение 1сек) нервов О и Р (дистальных отростков на стороне повреждения) задних конечностей осуществляли биполярными серебрянными электродами. Для идентификации МН, стере- отаксически ориентированными по атласу мозга [28] цилиндрическими биполярными электродами осуществляли стимуляцию (параметрами тока 0.05мс,0.08мА, 50Гц в течение 1сек) структур надсегментарного контроля - гигантоклеточного красного ядра и латерального вестибулярного ядра. Причем, использовалась парная реципрокность эффектов стимуляции центральных структур, ведающих облегчением флексии и торможением экстензии и, наоборот, или -периферических структур определенной известной направленности. Перед острым экспериментом в обязательном порядке проводили сравнительный анализ сенсорного (тест рефлекса отведения - ТРО) и моторного (статический седалищный индекс - ССИ) показателей функционального восстановления после раздавливания с интактной и поврежденной стороны, а также с целью определения успешности протекторного эффекта используемых биомодуляторов в динамике развития регенерации СН и нормализации рефлекторной деятельности соответствующего сегментарного и супрасегментарного контроля. После краша СН (от 3 до 30 дней) крыс помещали в пластиковую коробку со стеклянным дном размерами 25х16х9см и в течение 5мин оставляли в покое для адаптации к новой среде перед съемками. Затем с помощью цифровой фотокамеры производили 5 серийных снимков поверхности задних лап крысы в течение случайных периодов покоя по модифицированной технике [29,30]. Далее 3 случайно отобранных снимка в формате JPEG переводили на платформу компьютерной графической программы Adobe® Photoshop и с помощью инструмента «линейка» измеряли параметры лап крысы, в частности, размах I-V пальцев (toe-spread - TS) и размах II-IV пальцев (intermediate toe-spread - ITS) стопы (Рис.1 В) здоровой и пораженной сторон, с пос-ледующим вычислением средних арифметических каждого параметра для каждой стороны (здоровая конечность служила внутренним контролем). Далее по специально разработанной Бервар и соавт. [31] формуле вычисляли SSI.

SSI = (108,4 x TSF) + (31,85 x ITSF) - 5,49 , где

Сбор данных и расчеты ССИ делали на платформе MS Excel 2003 (Microsoft Co., USA). При ССИ = 0 - полноценная моторная функция, а ССИ=- 100 - полное отсутствие двигательной функции. ТРО: степень чувствительной реиннервации испытывали от 3 до 30 дней с помощью оценки ТРО, который состоял в раздражении 3 разных точек наружной стороны подошвы задних лап постоянным током, начиная с более проксимальной точки на пятке (Рис.1 В). При этом использовали биполярный электрод, состоящий из 2 медных проволок диаметром 1мм, с межэлектродным расстоянием 3мм. Ток постепенно усиливали от 0,1мА до 1мА по 0,1мА. При этом неоперированная конечность служила внутренним контролем (на здоровой лапке ТРО, как правило, регистрируется уже при 0,1 мА - животное отводит лапу и растопыривает пальцы). В качестве оценки ТРО служила разница средних арифметических пороговых величин силы тока, вызвавших рефлекс отведения на оперированной и интактной сторонах. При этом ТРО может быть равен от 0 (полная сенсорная реиннервация) до 0,9 (полное отсутствие чувствительности). Для определения статистической достоверности различий в длительности межспайковых интервалов до и после действия стимула использовался непараметрический критерий проверки однородности двух независимых выборок-двухвыборочный критерий Вилкоксона- Манна-Уитни (Wilcoxon-Mann-Whitney test). Так как число регистрируемых спайков было достаточно велико (до нескольких сотен спайков за 20 секундный

Рис. 1. Вид задних лап крыс с поврежденной и неповрежденной стороны в контроле (А) и под воздействием ПТГ (Б). Показан спастический паралич спустя 31 дней после краша (А) и восстановление иннервации на поврежденной стороне спустя 26 дней в условиях применения NOX. В – схема проведения ССИ и ТРО: TS – toe-spread, ITS – intermediate toe-spread. 1, 2 и 3 – точки наложения биполярного электрода для теста ТРО.

интервал после действия стимула), использовалась разновидность указанного теста, учитывающая его асимптотическую нормальность - z-тест. Сравнение критических значений с табличными значениями нормального распределения при уровнях значимости 0.05, 0.01 и 0.001 (для различных испытаний), показывает, что в результате ВЧС для большинства выборок спайкинга нейрональной активности имеется статистически значимое изменение как минимум с уровнем значимости 0.05.

Результаты исследования

Анализ спайковой активности отдельных МН в норме (128 клеток), контроле на 5-70 дни без- (116 клеток, 440 испытаний) и с применением ПТГ на 1-9 дни (130 клеток, 350 испытаний), PRP-1 на 5-9 дни (97 клеток, 123 испытаний), NOX на 5, 10 и 17 дни (28 клеток, 94 испытаний) после краша СН выявил формирование ответов на ВЧС флексорного и экстен- зорного нерврв в соответствующих МН СМ на стороне повреждения, в виде тетанической потенциации (ТП) и депрессии (ТД), с последующими проявлениями посттетанической потенциации и депрессии. Оп- line регистрация и программный математический анализ импульсной активности выявил в контроле следующие реакции в соответствующих МН СМ в динамике реабилитации спустя 5-70 дней после краша СН, представленные в Рис. 2 в виде соотношения возбудительных (ТП) и депрессорных (ТД) реакций в МН СМ при ВЧС нервов G и P (по кратной в процентах разнице усредненной частоты престимульного уровня активности (ВЕ) и последующего постстимульно- го тетанического эффекта в норме и 5-70 дней спустя после раздавливания СН (A-Г). Как видно из диаграмм при ВЧС экстензорного нерва G (А) ТП постепенно

Рис. 2. Сравнительные дисковые диаграммы соотношения возбудительных (ТП — А, Б) и депрессорных (ТД— В, Г) реакций в МН СМ при ВЧС G ( A, В) и P (Б, Г) по кратной в процентах разнице усредненной частоты престимульного уровня активности (ВЕ) и последующего постсти- мульного тетанического эффекта в норме и 5 –70 дней спустя после раздавливания СН (Л-Г). Остальные обозначения в рисунке.

нарастали, но к концу испытаний (к 70 дню) почти вдвое не достигали уровня нормы, в то время как на ВЧС флексорного нерва Р (Б) уже к 13 дню резко возрастала ТП, затем спадала, но к 70 дню испытаний достигла и даже превзошла норму. Депрес- сорные реакции (ТД) при ВЧС нерва О (В) характеризовались относительно высокой выраженностью к 21,но наибольшей (вдвое выше таковой в норме) - к 70 дню после краша СН. Относительно ТД на ВЧС нерва Р следует отметить прогрессивное нарастание реакций до 25 дня, резкий спад к 32-35 дням и снова подъем до максимума (более чем вдвое превышающем нормальный) - к 70 дню испытаний. Иными словами, динамика изменений постстимудльных проявлений активности в МН СМ свидетельствует о мощном подъеме депрессорных реакций на активацию обеих нервов. Что же касается возбудительных проявлений, то лишь в случае экстензорного нерва они к 70 дню по величине достигают нормы, но не сопровождаются восстановлением иннервации поврежденной конечности [32]. В подтверждение результатам исследования динамики развития де- и регенеративных изменений в контроле на поврежденной стороне демонстрируется наличие спастического паралича вплоть до 31 дня после краша, свидетельствующее о отсутствии восстановления иннервации поврежденной конечности (Рис.3).

В условиях системного введения ПТГ значения ТП и ТД на ВЧС тех же нервов, в динамике развития регенерации с 1 по 9 дни после краша СН и в сравнении с контролем (32-35 дни) и нормой, распределялись следующим образом (Рис. 4). ТП на ВЧС нерва О не достигали нормы вплоть до конца испытаний (9 дня) (А), но с тенденцией нарастания эффекта, что также характеризовало эффекты стимуляции нерва Р (Б), в отличие от относительно большей выраженности депрессорных реакций, к 9 дню достигающих нормы для обеих нервов (В,Г). И что особенно

Рис. 3. Вид задних лап крыс с поврежденной стороны в контроле (без лечения) спустя (А), 4(Б), 6 (В )и 31 (Г) дней после краша СН. Показан спастический паралич в результате нарушения иннервации и отсутствие ее восстановления.

Рис. 4. Сравнительные дисковые диаграммы соотношения возбудительных (ТП—А, Б) и депрессорных (ТД — В, Г) реакций в МН СМ при ВЧС О (А, В) и Р (Б, Г) по кратному в процентах соотношению усредненной частоты прести- мульного уровня активности (ВЕ) с последующим пост- стимульным тетаническим эффектом (ТТ) 1-9 дней спустя после раздавливания СН, 32-35 дней в контроле и в норме. Остальные обозначения в рисунке.

важно, возбудительные эффекты приближались к 9 дню уровня такового к 32-35 дням в контроле, а депрессорные - значительно превалировали в случае активации обеих нервов, а для экстензорного нерва достигая почти 3-х кратного превышения. Тем не менее, к концу испытаний имело место восстановление двигательной активности поврежденной конечности (Рис. 5).

В подтверждение электрофизиологическим критериям у крыс из леченной ПТГ группы функциональные показатели ССИ и ТРО исчислялись в следующем (Рис.5): на 3-ий день (п=6) величина сгибательной контрактуры пальцев составляет (ССИ = -77.8). Чувствительность при этом тоже почти отсутствовала (ТРО = 0,5). К 7 дню (п = 6)

Рис. 5. Вид задних лап крыс с поврежденной стороны под воздействием ПТГ спустя 3 (А), 6 (Б), 7 (В), 9 (Г), 10 (Д) и 14(Е) дней после краша СН. Показан спастический паралич в результате нарушения иннервации и его восстановление к концу испытаний

соответствующие показатели таковы: ССИ = -42.3, ТРО = 0.4. На 14 день после краша и применении ПТГ (п=6) указанные показатели были следующими: ССИ = -37.6, ТРО = 0.28 (р < 0.05). В условиях системного введения РИР-1 значения ТП и ТД на ВЧС тех же нервов, в динамике развития регенерации с 5 по 9 дни после краша СН и в сравнении с контролем и нормой, распределялись следующим образом (Рис.6). ТП на ВЧС флексорного нерва (О) уже на 7 день после краша почти 2-х кратно превышала норму, хотя к 9 дню - спадала, но была выше уровня таковыого к 32-35 дням в контроле (А). Но на ВЧС экстензорного нерва (Р) к 7 и 9 дням испытаний ТП стойко превышала норму, резко отличаясь от уровня в контроле (Б). В свою очередь, депрессорные реакции на ВЧС флексорного нерва уже к 5 дню превышали

Рис. 6. Сравнительные дисковые диаграммы соотноше-ния возбудительных (ТП — А, Б) и депрессорных (ТД — В, Г) реакций в МН СМ при ВЧС О1 (А, В) и Р1 (Б, Г) по кратному в процентах соотношению усредненной частоты престимульного уровня активности (ВЕ) с последующим постстимульным тетаническим эффектом (ТТ) в норме, 32-35 дней спустя после раздавливания СН в контроле и 5-9 дней спустя - в условиях применения РЯР-1 (А-Г). Остальные обозначения в рисунке.

Рис. 7. Вид задних лап крыс с поврежденной стороны. Показан спастиеский паралич спустя 8(А) и 13 (Б) дней после краша и постепенное восстановление иннервации к 19 (В) и 21 (Г) дням в условиях применения РRР-1.

норму, стойко удерживаясь на этом уровне вплоть до 9 дня (В), а на ВЧС экстензорного нерва на 7 и 9 день испытаний реакции превышали норму намного выше двухкратного уровня, почти достигая ее уже на 5 день, в пять раз превышая уровень в контроле (Г). Иными словами, в данной группе имела место самое успешное восстановление иннервации, о чем свидетельствует исчезновение спастического паралича поврежденной конечности в указанные сроки испытаний (Рис.7). В подтверждение результатам электрофизиологического исследования у крыс из леченной РRР-1 группы (Рис.7) на 7-ой день (п = 6) величина сгибательной контрактуры пальцев составляет (ССИ=-76.4). Чувствительность при этом тоже почти отсутствовала (ТРО = 0,4). К 14 дню (п = 6) соответствующие показатели исчислялись: ССИ = -51.4, ТРО = 0.4. На 21 день после краша и применении РRР-1 (п = 6) указанные показатели были порядка: ССИ = -34.5, ТРО = 0.28 (р ‹ 0.05). Наконец, в условиях системного введения яда NОХ значения ТП и ТД на ВЧС тех же нервов, в динамике развития регенерации с 5 по 9 дни после краша СН и в сравнении с контролем и нормой, распределялись следующим образом (Рис. 8). ТП на ВЧС нерва G,резко возрастая уже к 5 дню испытаний почти достигает нормы, затем спадая и снова нарастая к 17 дню приближается, но не достигает нормы, тем не менее превышая почти вдвое уровень в контроле (на 32-35 дни) (А). В то же время возбудительные реакции на ВЧС экстензорного нерва значительно возрастали к 17 дню, почти вдвое превышая норму и более чем втрое - уровень в контроле (Б). Депрессорные реакции на ВЧС нерва О в начале испытаний уже к 5 дню приравниваются к норме, к 10 дню будучи более чем в 2.5 раза выше нормы, к 17 дню снова приравниваются к норме (В). В то время как на ВЧС

Рис. 8. Сравнительные дисковые диаграммы соотноше-ния возбудительных (ТП — А, Б) и депрессорных (ТД — В, Г) реакций в МН СМ при ВЧС 01 (А, В) и Р1 (Б, Г) по кратному в процентах соотношению усредненной частоты престимульного уровня активности (ВЕ) с последующим постстимульным тетаническим эффектом (ТТ) в норме, через 32-35 дней в контроле и 5-17 дней спустя после раздавливания СН в условиях воздействия яда ЫОХ (А-Г). Остальные обозначения в рисунке.

экстензорного нерва к 5 дню ТД также равны норме, но резко спадая к 10 дню, к 17 дню почти вдвое превышают норму (Г). В подтверждение результатам электрофизиологического исследования у крыс из леченной КОХ группы (Рис.9) функциональные показатели ССИ и ТРО распределялись следующим образом: у крысы из контрольной группы на 17-21 дни (п=6) величина сгибательной контрактуры пальцев составляет (ССИ=-78). Чувствительность при этом тоже почти отсутствовала (ТРО=0,7). В контрольной группе к 31 дню (п=6) после краша соответствующие показатели таковы: ССИ=-39, ТРО=0.35. Что же касается животных леченных NОХ (Рис.9), то отмеченные осложнения, как правило, отсутствовали уже на 6 день, с более быстрым и лучшим функциональным восстановлением движений и чувствительности: ССИ=-55, ТРО=0.37 (р‹0.05). Во все последующие дни испытаний не отмечено существенных изменений в функциональных показателях ССИ и ТРО.

Обсуждение результатов.

Оn-linе регистрация и программный математический анализ импульсной активности МНСМ на ВЧС флексорного (О) и экстензорного (Р) нервов выявил возбудительные и тормозные проявления активности у интактных крыс (норма), на 5-70 дни без- (контроль) и в условиях применения ПТГ, РRР-1 и яда NОХ. Несмотря на многочисленные изучения за последние две декады, охватывающие механизмы развития данной патологии и ее предотвращения, существующие средства и перспективные стратегические мишени успешной терапии, продолжает сохраняться определенная тематическая ограниченность подобных исследований. Для определения относительной значимости результатов настоящего исследования следует привести краткий обзор последних достижений в области ПН повреждений.

Рис. 9. Вид задних лап крыс с поврежденной стороны под воздействием яда NOX. Показан спастический паралич спустя 3 дня после краша (А) и восстановление иннервации на поврежденной стороне через 21 (Б) и 26 (В) дней в условиях применения NOX.

Предотвращение инвалидизации и поиск оптимальной терапевтической стратегии, в частности, при краше ПН [33], интенсивно изучается на междисциплинарном уровне с испытанием целого ряда средств, включающих физическое воздействие, гормоны, факторы роста, нейротрофины, экзогенные пептиды и другие физиологически активные соединения [34-40]. Так, получен нейропротекторный эффект тестостерона на поясничные МН СМ [41] и показана роль андрогена в регуляции уровней нейри- тина mRNA на модели стероидом усиленной регенерации ПН, чем активировалась аксонная регенерация и нейритный вырост в МН [36]. Более того, ней- ритин показан вовлекаемым в ответы как при центральных, так и периферических повреждениях и выступает в качестве общей эффекторной молекулы для отдельных нейротрофических и нейротера- певтических агентов [36]. Согласно самым последним литературным данным, особую роль в регенерации раздавленного ПН уделяется факторам роста и нейротрофинам. Приложение IGF-I (insulin-like growth factor) и плазмы богатой тромбоцитами на поврежденный крашем нерв ускоряет регенерацию аксона [42]. Установлено, что при краше ПН нейроак- тивный стероид дигидропрогестерон значительно уменьшает апрегуляцию плотности миелинизиро- ванных волокон, а его взаимодействие с прогестероном ослабляет боль и обеспечивает протекцию [43]. Далее, побуждает ШК к миелинизации, потенцируя рерост и созревание миелина, значительная экспрессия BDNF (brain- derived neurotrophic factor), спровоцированная низкочастотной электрической стимуляцией [44-46]. В свою очередь, иммуногистологически показано существенное значение пролиферации ШК для поддержки аксонной регенерации [44,47]. Более того, продемонстирована дополнительная поддержка регенерации ПН последующей экспрессией GDNF (glial cell line-derived neurotrophic factor) в GDNF-модифицированных человеческих AFMSCs (amniotic fluid-derived mesenchymal stem cells) к 4 нед [48]. К тому же, терапевтические перспективы ранней регенерации создаются периферической (но не центральной) доставкой GDNF [49]. Вазоактивный агент alprostadil может улучшить реабилитацию нервной функции, апрегуляцией экспрессии VEGF (vascular endothelial growth factor), сопровождающей краш повреждение ПН [50]. Ранее после краш повреждения ПН у зрелой и ускоренно стареющей мыши было обнаружено, что у них VEGF (vascular endothelial growth factor) локально не апрегулирует- ся, что предусматривает доказательство взаимозависимых отношений между возрастом, VEGF, ангиогенезом и нервной регенерацией [51]. Установлено, что антагонист TNF-alpha (tumor necrosis factor-alpha) проддерживает аксонную регенерацию ПН [39]. В ранних стадиях, ассоциируемых с регенерацией ми- елинизации ПН, NT-3 (neurotrophin - 3) существенен для выживания СН [52]. Развитие кратковременного функционального восстановления СН посредством G-CSF (granulocyte colony-stimulating factor) вовлекает паракринный модуляторный эффект и эффект мобилизации CD34+клетки костно-мозгового происхождения [53].

Среди других терапевтических средств содействия регенерации поврежденного ПН следует отметить роль апрегуляции MHC class I в СМ в ответ на повреждение СН и доказано, что лечение IFN beta (interferon beta) повышает аксонный рост и восстановление моторной функции [54]. Доказана важная роль эндогенных глюкокортикоидов в миелиниза- ции через посредство соответствующих рецепторов в ШК после повреждения ПН [55]. Получена нейропротекция эритропоетином острого краш повреждения ПН, что может иметь клиническую значимость, поскольку он был эффективен даже при введении 1 нед спустя после повреждения [56]. Выявлена ключевая роль meltrin-beta (дизинтегрина и металлопро- теазы) в ремиелинизации и показаны его функции в качестве модулятора сигнала от аксона, активирующего транскрипционный фактор миелинизации (Krox-20), предшествующей дифференциации ШК [57]. Причем неизвестен механизм, которым не ухуд-шается регенерация в длинном поврежденном кра- шем нервном стволе, а формируется большое число зрелых миелинизированных аксонов, т. е. облегчается спраут [58]. Более того, повреждение ствола нерва резистентно к эндоневральной ишемии, а регенеративный спраут поддерживается, несмотря на длительные альтерации в эпиневральной циркуляции [59]. При этом показано, что определенные стволовые клетки способны дифференцироваться не только в соматические, но и васкулярные клетки [60].

На основе результатов настоящего исследования, следует отметить мощный протекторный эффект PRP-1, позволяющий успешную и совершенную регенерацию нерва, на стимуляцию дистального поврежденного отдела которого возбудительные реакции в МН СМ многократно превышали таковые в норме уже на первой нед испытаний, в то время как в контроле, вплоть до конца испытаний, не имела место регенерация флексорного ответвления СН и лишь несовершенная тенденция к регенерации экс- тензорной коллатерали СН. Эффект ПТГ можно оценить как регуляторный, в отличие от чрезмерно интенсивного воздействствия яда КОХ, противодей-ствующего в указанных условиях глубокому снижению торможения для убыстрения восстановления возбудительных эффектов МН СМ, а следовательно и проведения в поврежденных ПН, что согласуется с избирательной специфичностью и необратимостью эффектов ЗЯ.

Представляет интерес оценка соотношения степени выраженности и динамики нарастания во времени вышеотмеченных депрессорных и возбудительных реакций с точки зрения успешности протекторного эффекта. Следует оценить значение депрессорных тетанических проявлений активности МН СМ на ВЧС поврежденного нерва, лучше выраженных в начальной стадии восстановления и сопровождающих регенеративный процесс вплоть до его завершения. Иными словами, углубление депрессорных реакций, по-видимому, является следствием выдвижения их в качестве протекторных. Как известно, в некоторых структурах мозга в течение развития нервной системы ГАМК действует в качестве трофического фактора, влияющего на пролиферацию, миграцию, дифференциацию, созревание синапсов, клеточную гибель и экспрессию рецептора ГАМК(А) [61]. Недавно опубликован обзор о сложной функции тормозных синапсов в ЦНС [62]. В нем представлены многочисленные современные изучения на клеточном и сетевом уровнях доказывающих, что синаптическое торможение не может оцениваться лишь в качестве противостоящего синаптическому возбуждению, а дополнительно обслуживающего высоко специфические функции в нервной системе млекопитающих [62]. Согласно собственным данным, депрессорные реакции интенсивнее вовлекаются при неспецифической (периферической, цен-тральной) и специфической нейродегенерации в различных отделах мозгах [63-65].

Вышеотмеченное свидетельствует о очевидных протекторных возможностях средств, использованных в настоящем изучении, и полагает необходимость дальнейших поисков таковых для клинической практики.

Список литературы

1. Gupta R., Steward O. J. // Comp. Neurol. 2003. V. 461, №2,P. 174-86.
2. George L.T., Myckatyn T.M., Jensen J.N., Hunter D.A., Mackinnon S.E. // J. Reconstr. Microsurg. 2003, V. 19, №1,P. 41-48.
3. Muller M., Wacker K., Getts D., Ringelstein E.B., Kiefer R. // Glia 2008, V. 56, № 9, P. 1005-1016.
4. Mert T., Gunay I., Polat S. // Restor. Neurol. Neurosci.2005.V. 23, № 5-6, P. 347-54.
5. Macica C.M., Liang G., Lankford K.L. // Glia 2006. V 53, № 6, P. 637-648.
6. Худавердян Д.Н., Мнацаканян В.Р, Чавушян Е.А., Аветисян З.А., Саркисян Дж.С. // Матер. Всеросс. Конф. «Структурно-функциональные нейрохимические и иммунохимические закономерности асимметрии и пластичности мозга», Москва, 2008, С. 770-775.
7. Galoyan A.A. Neurochem. // Res. 2001. V. 25, P. 13431355.
8. Galoyan A.A. // The brain immune system: chemistry and biology of the signal molecules. In: Handbook of Neurochemistry and Molecular Neurobiology, 3d Edition, Neuroimmunology / Eds. Galoyan A. and Besedovsky H. 2008. Р 155-195.
9. Galoyan A.A., Sarkissian J.S., Kipriyan T.K., Sarkissian E.J., Grigorian Y.K., Sulkhanyan R.M., et al. // Neurochem. Res. 2000. V. 25, P. 1567-1578.
10. Galoyan A.A., Sarkissian J.S., Kipriyan T.K., Sarkissian E.J., Chavushyan V.A., Sulkhanyan R.M., et al. // Neurochem. Res. 2001. V. 26. P. 1023-1038.
11. Abrahamyan S.S., Meliksetyan I.B., Sulkhanyan R.M., Sarkissian J.S., Galoyan A.A. // Neurochem. Res. 2001. V. 269, P. 1225-1230.
12. Abrahamyan S.S., Sarkissian J.S., Meliksetyan I.B.,Galoyan A.A. Neurochem. Res. 2003. V29, P. 695-708.
13. Галоян A.A., Саркисян Дж.С., Чавушян В.А., Абрамян С.С., Авакян З.Э., Ваградян А.Г., Погосян М.В., Григорян Ю.Х. // Нейрохимия (РАН и НАН РА) 2004. Т. 21, № 4, С. 265-288.
14. Galoyan A.A, Sarkissian JS, Sulkhanyan RM, Chavushyan AJ, Gevorgyan ZA, Avetisyan Z.E., et al. // Neurochem. Res. 2005. V. 30, P. 487-505.
15. Galoyan A.A, Sarkissian J.S., Chavushyan E.A., Sulkhanyan R.M., Avakyan Z.E., Avetisyan Z.A., et al. // Neurochem. Res. 2005. V. 30. P. 507-525.
16. Sarkissian J.S., Yaghjyan G.V., Abrahamyan D.O., Chavushyan V.A., Meliksetyan I.B., Poghosyan M.V, et al. // Annals of Plastic Reconstructive and Aesthetic Surgery 2005. V. 4, P. 19-30.
17. Галоян А.А., Саркисян Дж.С., Чавушян В.А., Мелик- сетян И.Б., Авакян З.Э., Сулханян Р.М., Погосян М.В., Аветисян З.А.. // Нейрохимия (РАН и НАН РА), 2007, Т. 24, № 1, С. 86-99.
18. Galoyan A.A., Sarkissian J.S., Chavushyan V.A., Meliksetyan I.B., Avakyan Z.E., Sulkhanyan R.M., Poghosyan M.V., Avetisyan Z.A. // Neurochemical J. (RAS and NAS RA) 2007, V. 1, N. 2, P. 160-172.
19. Yenkoyan K., Safaryan K., Chavushyan V., Meliksetyan, Navasardyan G., Sarkissian J., Galoyan A., Aghajanov M. // Brain Research Bulletin 2011, V. 86, P. 262-271.
20. Bowman W.C., Sutherland, G.A. // In Kharkevich, D.A. (ed) Handbook of Experimental Pharmacology, Springer- Verlag, Berlin. 1986, P. 419-443.
21. Cook N.S. (Ed): // Potassium channels structure, classification, function and therapeutic potential. Chichester, Ellis Horwood Ltd. 1990.
22. Rudy B. // Neuroscience. 1988, V. 25, P. 729-749.
23. Саркисян Дж.С., Галоян А.А., Чавушян В.А., Меликсетян И.Б., Абрамян С.С, Авакян З.Э., Алоян М.Л., Восканян А.В., Мкртчян О.М., Погосян М.В., Каменецкий В.С. // Нейрохимия (РАН и НАН РА), 2006, Т.23,N. 4, С. 362-376.
24. Саркисян Дж.С., Галоян А.А., Е.А. Чавушян, И.Б. Ме- ликсетян, З.Э. Авакян, А.В. Восканян, М.В. Погосян, Д.О. Абраамян, А.Ж. Геворкян, З.А. Аветисян // Нейрохимия (РАН и НАН РА), 2006, Т. 23, N. 4, С. 377-393.
25. Chavushyan V.A., Gevorgyan A.J., Avakyan Z.E., Avetisyan Z.A., Pogossyan M.V., Sarkissian J.S. // Neuroscience and Behavioral Physiology, 2006, V. 36, N.1,P. 39-51.
26. Abrahamyan S., Meliksetyan I., Chavushyan V, Aloyan M., Sarkissian J. // Clinical Neuroscience 2007, V. 60, N. 3-4, P. 148-153.
27. Sarkissian J.S, Chavushyan V.A., Meliksetyan I., Poghosyan M., Avakyan Z., Voskanyan A., Mkrtchian H., KamenetskyV., Abrahamyan D. // New Armenian Medical Journal. 2007, V. 1, P. 43-56.
28. Paxinos G., Watson C. // The Rat Brain in Stereotaxic Coord.. Acad. Press, New York, 5th ed. 2005, 367p.
29. Grasso G., Sfacteria A., Brines M., Tomasello F. // Med. Sci. Monit. 2004, V. 10, № 1, P. BR1- 3.
30. Smit X., van Neck J., Ebeli M., Hovius S. // Scand. J. Plast. Reconstr. Surg. Hand Surg. 2004, V. 38. P. 1-5.
31. Bervar M. // Bioelectromagnetics. 2005. V. 26, № 5, P. 351-356.
32. Minasyan A.L., Aznauyan A.V., Meliksetyan I.B., Chavushyan V.A., Sarkisian VH., Sarkissian J.S. // The New Armenian Medical Journal 2011. V. 5, № 2, P. 69-78.
33. Reyesarmijo E. // Rev. Med. Hosp. Gen. (mex). 1964. V 27,P. 107-114 [Article in Spanish]
34. Aydin M.A., Comlekci S., Ozguner M., Cesur G., Nasir S., Aydin Z.D. // Bioelectromagnetics 2006. V. 27, № 5, P. 401-413.
35. Bervar M. // Bioelectromagnetics. 2005. V. 26, № 5, P. 351-356.
36. Fargo K.N., Alexander T.D., Tanzer L., Poletti A., Jones K.J. J. Neurotrauma. 2008. V25, 5, P. 561.
37. Fleming C.E., Saraiva M.J., Sousa M.M. // J. Neurochem. 2007. V. 103, № 2, P. 831-839.
38. Kato N., Nemoto K., Nakanishi K., Morishita R., Kaneda Y., Uenoyama M., Ikeda T., Fujikawa K., Nonviral H. // Neurosci. Res. 2005. V. 52, № 4, P. 299-310.
39. Kato K., Liu H., Kikuchi S., Myers R.R., Shubayev VI. // J. Neurosci. Res. 2010; 88(2):360-368.
40. Mohri T., Tanaka H., Tajima G. et al. // Shock. 2006. V. 26, № 6, P. 581-586.
41. Tehranipour M., Moghimi A. // J. Mot. Behav. 2010; 42(3):151-155.
42. Emel E., Ergun S.S., Kotan D., Gursoy E.B., Parman Y., Zengin A., Nurten A. // J. Neurosurg. 2010.
43. Roglio I., Bianchi R., Gotti S., Scurati S., Giatti S., Pesa- resi M., Caruso D., Panzica G.C., Melcangi R.C. // Neuroscience 2008; 155, 3:673-685.
44. Zhang S., Xia R., Ding W. // J. Neurosci. Res. 2010; 88(12):2578-2587
45. Wan L., Zhang S., Xia R., Ding W. // J. Neurosci. Res. 2010; 88(12):2578-2587.
46. Wan L.D., Xia R., Ding W.L. // 2010; 169(3):1029-1038.
47. Zhang P., Xue F., Zhao F., Lu H., Zhang H., Jiang B. // Artif. Cells Blood Substit. Immobil. Biotechnol. 2008, V.3,№ 2, P. 150-155.
48. Cheng F.C., Tai M.H., Sheu M.L., Chen C.J., Yang D.Y, Su H.L., Ho S.P., Lai S.Z., Pan H.C. // J. Neurosurg. 2010.V112, № 4, P. 868-879.
49. Agill C.K., Moore A.M., Yan Y, Tong A.Y, MacEwan M.R., Yee A., Hayashi A., Hunter D.A., Ray W.Z., Johnson P.J., Parsadanian A., Myckatyn T.M., Mackinnon S.E. // J. Neurosurg. 2010. V 113, № 1, P. 102-109.
50. Tang J., Hua Y, Su J., Zhang P., Zhu X., Wu L., Niu Q., Xiao H., Ding X. // Neurol. India. 2009; V. 57, 4 № P. 387-394.
51. Pola R., Aprahamian T.R., Bosch-Marce M., Curry C., Gaetani E., Flex A., Smith R.C., Isner J.M., Losordo D.W. // Neurobiol Aging. 2004. V 25, № 10, H. 1361-1368.
52. Sahenk Z., Oblinger J., Edwards C. // Exp. Neurol. 2008,V212, № 2, P. 552-556.
53. Pan H.C., Wu H.T., Cheng F.C., Chen C.H., Sheu M.L., Chen C.J. // Biochem. Biophys. Res Commun. 2009. V. 382, № 1, P. 177-182.
54. Zanon R.G., Cartarozzi L.P., Victorio S.C., Moraes J.C., Moraris J., Velloso L.A., Oliveira A.L. // Neuropathol. Appl. Neurobiol. 2010, in press.
55. Morisaki S., Nishi M., Fujiwara H., Oda R., Kawata M., Kubo T. // Glia 2010. V. 58, № 8, P. 954-963.
56. Elfar J.C., Jacobson J.A., Puzas J.E., Rosier R.N., Zuscik M.J. // J. Bone Joint Surg. Am. 2008. V. 90, № 8, P. 16441653.
57. Wakatsuki S., Yumoto N., Komatsu K., Araki T., Sehara- Fujisawa A. // J. Biol. Chem. 2009. V. 284, № 5, P. 29572966.
58. Xu Q.G., Midha R., Martinez J.A, Guo G.F., Zochodne D.W. // Neuroscience 2008. V 152, № 4, P. 877-887.
59. Xu Q., Midha R., Zochodne D.W. // J. Neurotrauma 2010.V27, № 3, P. 639-646.
60. Ii M., Nishimura H., Sekiguchi H., Kamei N., Yokoyama A., Horii M., Asahara T. // Circ. Res. 2009. V. 105, № 9, P. 860-868.
61. Owens D.F., Kriegstein A.R. // Nat. Rev. Neuroscience 2002, V. 3, № 9, P. 715-727.
62. Birke G., Draguhn A. // Pharmacopsychiatry 2010. V 43, Suppl.1, P. 21-31.
63. Sarkissian J.S, Chavushyan V.A., Meliksetyan I., Poghosyan M., Avakyan Z., Voskanyan A., Mkrtchian H., KamenetskyV., Abrahamyan D //. New Armenian Medical Journal. 2007. V. 1, P. 43-56.
64. Galoyan A.A., Sarkissian J.S., Chavushyan VA., Meliksetyan I.B, Avagyan Z.E., Poghosyan M.V., Vahradyan H.G., Mkrtchian H.H., Abrahamyan D.O. Alzheimer’s & Dement. 2008. V4, 5, P.332-344.
65. Galoyan A.A., Khalaj N., Hambardzumyan L.E, Ma- nukyan L.P., Meliksetyan I.B., Chavushyan V.A., Sarkisian VH., Sarkissian J.S. // Neurochem. Res. 2010. V. 35, P. 1747-1760.

Вопросы, ответы, комментарии